Basidiospore

134.1 Xanthophyllomyces dendrorhous Golubev (1995)

Anamorph: Phaffia rhodozyma M.W. Miller, Yoneyama &Soneda (1976b)

Crecimiento en agar de morfología de levadura: Después de 1 mes a 18°C, el cultivo de rayas es de color naranja a rojo salmón, casi liso, brillante a semimate, blando y con el margen entero u ondulado. Pueden formarse clamidosporas esféricas con gránulos refractarios.

Cultivos en agar harina de maíz: Después de 10 días a 18°C, pueden aparecer pseudohifas rudimentarias. No se forman hifas verdaderas. No se observan balistoconidias.

CoQ: 10 (Sugiyama et al. 1985).

Mol% G+C: 48,3 (BD: Miller et al. 1976b).

Carbohidratos celulares: La manosa, la xilosa, la glucosa, la galactosa y la ramnosa están presentes en los hidrolizados de células enteras (Johnson et al. 1978).

Crema tipo: CBS 7918.

Origen de las cepas estudiadas: Los datos proporcionados en la descripción estándar anterior se recopilaron a partir de la cepa tipo CBS 7918, que fue aislada por Golubev (1995) del flujo de un abedul plateado (Betula pendula) en la región de Moscú (Rusia) y del sitio web del CBS para las cepas CBS 5905, que es la cepa tipo de Phaffia rhodozyma, aislada de un haya japonesa (Fagus crenata) en Japón (Phaff et al. 1972); CBS 5908, de un aliso japonés (Alnus japonica) en Japón (Phaff et al. 1972); CBS 6938, de un tocón de Betula sp. en Finlandia recogido por O. Turpeinen en Finlandia, en mayo de 1977 (Golubev 1998b); CBS 7919, de un abedul blanco (Betula tauschii) en Japón (Phaff et al. 1972) y CBS 9090, que se supone que tiene el mismo origen que CBS 5905 (Fell et al. 2007). Estas cepas, y otros aislados adicionales, se examinaron a partir de análisis filogenéticos (Fell et al. 2007, véase más adelante: «Sistemática»).

Sistemática: Xanthophyllomyces es un miembro de los Cystofilobasidiales. Xanthophyllomyces tiene un ciclo reproductivo sexual distintivo entre las Cystofilobasidiales y entre las levaduras basidiomicetos, en general. El ciclo es homocariótico mediante el apareamiento de la célula y la yema. Se produce un holobasidio alargado y las basidiosporas se producen de forma terminal en clavijas diminutas. La formación terminal de basidiosporas en holometabasidios está presente en los Cystofilobasidiales (véase Cystofilobasidium capitatum). En cambio, el ciclo sexual en C. capitatum, y otros miembros de las Cystofilobasidiales, incluye la formación de teliosporas, una característica que no está presente en Xanthophyllomyces.

Ecología: Xanthophyllomyces dendrorhous se ha aislado de la savia de árboles en regiones templadas de los hemisferios norte y sur. Los hábitats incluyen el aliso japonés (Alnus japonica) en Japón (Phaff et al. 1972), un tocón en descomposición de un abedul (Betula sp.) en Finlandia (Golubev 1998b), el abedul de papel (Betula papyrifera) en Alaska, el abedul blanco (B. tauschii) en Japón (Phaff et al. 1972), el abedul gris (B. populifolia) en Wisconsin e Illinois, Estados Unidos (obtenido por C.P. Kurtzman, según Fell et al. 2007), abedul plateado (B. pendula) en Rusia (Golubev 1995) y tocones en descomposición en Kaiserslautern, Alemania (Weber et al. 2006), cornejo (Cornus brachypoda) en Japón (Phaff et al. 1972), haya japonesa (Fagus crenata) en Japón (Phaff et al. 1972) y haya austral (Nothofagus sp.) en Argentina (Libkind et al. 2007). Este último estudio informó de la presencia de X. dendrorhous en asociación con cuerpos fructíferos del ascomiceto Cyttaria hariotti, que es un parásito del haya austral. Recientemente, Weber et al. (2008) aislaron una cepa de Xanthophyllomyces (MIC-CONC-2006-762) de una hoja del árbol de goma azul de Tasmania (Eucalyptus globules) en el clima mediterráneo de Concepción, Chile. Los autores informaron de que la cepa no se agrupaba con el complejo X. dendrorhous (incluyendo Phaffia rhodozyma) en los análisis filogenéticos de ITS y LSU rRNA. La cepa también se diferenciaba de otras cepas de Xanthophyllomyces por la capacidad de crecer a 28°C, en contraste con la típica temperatura máxima de crecimiento de 25°C. La goma azul es nativa de Tasmania y Australia y se ha exportado a todo el mundo, debido a su valor en la producción de madera. Un estudio de las cepas de Xanthophyllomyces asociadas a la distribución mundial del árbol del chicle azul podría proporcionar información ecológica y filogenética interesante.

Biotecnología: Xanthophyllomyces dendrorhous tiene valor en biotecnología como fuente de astaxantina, principalmente para la maricultura (Johnson y Schroeder 1995). Los primeros estudios sobre salmónidos y alimentación animal, que demostraron su eficacia como fuente de pigmentación, se realizaron con Phaffia rhodozyma (véase el capítulo 152). Posteriormente, se desarrollaron cepas de X. dendrorhous, que producen altos niveles de astaxantina, para su producción comercial. La mayoría de los mutantes se aislaron por mutagénesis aleatoria y cribado debido a la ausencia de conocimientos sobre la genética de la especie. Se desarrollaron métodos para el aislamiento de mutantes hiperproductores como la selección con antimicina-agar, la aplicación de la citometría de flujo y la clasificación de células (An et al. 1989, 1991), y las condiciones para el aumento de la síntesis de carotenoides durante el crecimiento (Gu et al. 1997, Schroeder y Johnson 1995, Schroeder et al. 1996).

Dado que la biosíntesis de carotenoides es una de las características destacadas de X. dendrorhous, se ha estudiado con cierto detalle. Aproximadamente el 85% es astaxantina con cantidades menores de β-caroteno y otros carotenoides (Andrewes et al. 1976). La astaxantina de P. rhodozyma, y presumiblemente en X. dendrorhous, tiene la configuración 3R, 3R’-, opuesta a la de la astaxantina de otras fuentes investigadas hasta ahora (Andrewes y Starr 1976). El contenido y la cantidad de carotenoides varían sustancialmente, lo que depende de la cepa y de las condiciones de cultivo. La producción de carotenoides está notablemente estimulada por el oxígeno y las especies reactivas de oxígeno derivadas (An et al. 1989, Johnson y Lewis 1979, Schroeder et al. 1985). Se han aislado muchos mutantes formadores de carotenoides, que imparten varios colores de crecimiento en agar, incluyendo el blanco, el amarillo y el rojo anaranjado intenso (Johnson 2003). La formación de carotenoides y el atractivo color de la levadura proporcionan una excelente herramienta de enseñanza en la biología de la levadura (Weber y Davoli 2003).

La biosíntesis de los diversos carotenoides en X. dendrorhous y P. rhodozyma es poco conocida. Se han aislado y secuenciado los genes que conducen al β-caroteno (Visser et al. 2003). En 1989 se propuso que las enzimas del citocromo P-450 eran las responsables de la conversión de β-caroteno en astaxantina (An et al. 1989), y no fue hasta 2006 que se aisló un gen que codifica un citocromo P-450 de la subfamilia humana 3A con la función putativa de conversión de β-caroteno. La introducción del gen en un mutante de β-caroteno aislado por An et al. (1989) restauró la biosíntesis de astaxantina (Ojima et al. 2006). Sin embargo, la prueba completa de que el producto de este gen es el único responsable de la conversión de β-caroteno en astaxantina requerirá estudios adicionales, incluyendo la purificación y caracterización de la(s) enzima(s). Hasta la fecha, no se ha llevado a cabo el análisis de las enzimas para la biosíntesis de carotenoides, lo que se debe principalmente a su naturaleza lipofílica y a su ubicación en la membrana, a la falta de sustratos de carotenoides disponibles comercialmente en la vía biosintética y a la probabilidad de que la actividad catalítica sea lenta.

En otros estudios, se informó de que X. dendrorhous producía un trisacárido, la neokestosa, con potencial actividad probiótica (Kritzinger et al. 2003). Recientemente, se aisló una α-glucosidasa con actividad amilolítica de X. dendrorhous (Marín et al. 2006), apoyando la capacidad de la levadura para crecer en maltosa.

Se ha considerado que el hábitat primario de X. dendrorhous y P. rhodozyma son los flujos de limo de los árboles caducifolios en latitudes septentrionales y a gran altitud. En este hábitat, la función de los carotenoides en la levadura es probablemente proporcionar protección contra las sustancias antifúngicas fotogeneradas en el flujo arbóreo, como las especies reactivas de oxígeno, incluyendo el oxígeno singlete, el peróxido de hidrógeno y el ozono (Schroeder y Johnson 1995). La exposición a la luz también afecta al crecimiento y a la formación de carotenoides en X. dendrorhous (An y Johnson 1990). Schroeder y Johnson (1993a,b, 1995) demostraron que una función fisiológica primaria de los carotenoides en X. dendrorhous es la de proteger contra la muerte por especies reactivas del oxígeno. X. dendrorhous se aísla a menudo de los flujos de limo o de los árboles de hoja caduca o en asociación con otros hongos, y se podría anticipar que hay interacciones entre los hongos. Echavarri-Erasun y Johnson (2004) descubrieron que el crecimiento y la formación de astaxantina en X. dendrorhous se veían afectados por el ascomiceto Epicoccum nigrum y por extractos libres de células del hongo. En un ejemplo de interacción fúngica, se informó de que las cepas de X. dendrorhous degradaban, en condiciones de laboratorio, la ocratoxina (Péteri et al. 2007), que es una toxina producida por especies de Aspergillus y Penicillium. Otros estudios sobre la ecología de X. dendrorhous y las interacciones dentro de los consorcios microbianos permitirían conocer mejor la biología de la levadura.

Agricultura y alimentación: La astaxantina se produce comercialmente como suplemento alimenticio, principalmente para la acuicultura de salmónidos. El pigmento podría llegar a utilizarse en otros mercados de piensos para la carne de ave, los huevos de gallina, los crustáceos y las aves exóticas, como los flamencos. La astaxantina es una sustancia química fina que tradicionalmente se ha producido por síntesis química total, pero el proceso requiere varios pasos y da como resultado una mezcla de cuatro isoformas quirales (Johnson y Schroeder 1995). Las formas naturales de astaxantina consisten en una sola isoforma quiral, ya sea 3S, 3S’- o 3R, 3R’. Las fuentes naturales exploradas para usos alimentarios y de piensos incluyen la levadura X. dendrorhous, la microalga Haematococcus pluvialis, los thraustochytrids y los extractos de krill y gambas, pero los extractos de krill y crustáceos no son económicamente viables debido a sus bajas concentraciones de astaxantina.

Tras la identificación de la astaxantina en Phaffia rhodozyma por Andrewes et al. (1976), algunas empresas estadounidenses, danesas, holandesas, suizas y japonesas comenzaron a desarrollar cepas para uso industrial. Se desarrollaron cepas de X. dendrorhous en la industria que producen entre 5 y 15 mg/kg de masa seca de levadura. Haematococcus pluvialis es también una fuente natural comercial de astaxantina, y en condiciones de cultivo especializadas, el alga produce altas cantidades de astaxantina (10-20 mg/g) en los quistes. El cultivo del alga requiere condiciones de cultivo especializadas y prolongadas y la liberación de astaxantina de los quistes. X. dendrorhous tiene la ventaja de un rápido crecimiento y altos niveles de biomasa en el cultivo de fermentación (100-150 g de levadura por litro). Sin embargo, la levadura debe crecer a bajas temperaturas (≤25°C) y, como problema adicional para su uso como ingrediente de piensos, la gruesa pared celular de la levadura debe ser procesada por fractura mecánica, digestión enzimática o autolisis para permitir la liberación de los carotenoides.

Importancia clínica: La levadura no crece por encima de 25°C y se considera segura para el consumo humano. La astaxantina tiene potentes propiedades antioxidantes y se comercializa como un suplemento dietético que podría prevenir enfermedades degenerativas y el envejecimiento (Hussein et al. 2006).