4.3 De la vesícula del cristalino a la lente madura
La vesícula del cristalino se forma cerrando la copa del cristalino (también conocida como fosa del cristalino) y desprendiéndose del ectodermo superficial. Un paso intermedio es el desarrollo de un tallo del cristalino que mantiene la vesícula cerrada y el ectodermo de superficie juntos durante unas horas (en el ratón). La vesícula del cristalino es casi esférica con una gran cavidad central; las células de su polo posterior se alargan hasta alcanzar las células epiteliales anteriores y llenar toda la vesícula del cristalino; estas células alargadas se denominan células primarias de la fibra del cristalino. Este paso se produce alrededor del día 44 de gestación en los embriones humanos y en E11.5 en el ratón (Fig. 10.5). Las células del polo anterior de la vesícula del cristalino permanecen como células epiteliales. Las células mitóticamente activas que rodean la región central del epitelio del cristalino se desplazan hacia la región ecuatorial (o región del arco del cristalino), donde se alargan y se diferencian en fibras secundarias del cristalino. La línea media, donde se unen las fibras secundarias del cristalino procedentes de puntos opuestos del ecuador, se denomina sutura anterior y posterior del cristalino. Las fibras secundarias del cristalino forman capas concéntricas alrededor de las fibras primarias del núcleo del cristalino (en el ratón en el día E15.5; Fig. 10.5). Con esta disposición, las fibras del cristalino hacia la periferia son sucesivamente más jóvenes en términos de desarrollo y diferenciación. A medida que el cristalino crece, nuevas fibras secundarias se desplazan desde el ecuador hacia la corteza exterior del cristalino.
Figura 10.5. Formación del cristalino. Una vez formada la vesícula del cristalino, las fibras primarias del cristalino se elongan desde el epitelio posterior de la vesícula del cristalino y llenan todo su lumen. Las células de las fibras secundarias comienzan a alargarse en la región del arco del cristalino; las fibras de los lados opuestos se unen en el polo anterior y posterior, y dan lugar a las suturas del cristalino (que tienen forma de Y en la vista tridimensional). El último paso en la diferenciación del cristalino es la degradación de los núcleos celulares y las mitocondrias, que tiene lugar alrededor del momento del nacimiento en el ratón (modificado según Graw, 2003; con permiso del Nature Publishing Group).
Tanto las células de las fibras primarias como las secundarias pierden sus mitocondrias y núcleos celulares durante el proceso de diferenciación final: para las fibras primarias, tiene lugar en los ratones en E17/E18 y finaliza 2 semanas después del nacimiento, cuando los ratones abren los párpados (Vrensen et al., 1991). Las células de las fibras secundarias, que rodean a las células de las fibras primarias, pierden sus orgánulos cuando pasan de la corteza externa a la interna (Kuwabara e Imaizumi, 1974).
Las células epiteliales anteriores, sin embargo, permanecen mitóticamente activas como nicho de células madre que producen células de fibras secundarias. Estas células fibrosas secundarias del cristalino son células terminalmente diferenciadas y pierden también sus orgánulos, cuando son presionadas más profundamente en el cristalino por las células fibrosas sucesivas.
En el pez cebra, sin embargo, se producen varias diferencias en el desarrollo y diferenciación del cristalino. En particular, la elongación de las células fibrosas primarias se produce de forma circular, lo que da lugar a un núcleo del cristalino embrionario con envolturas concéntricas de fibras. Sin embargo, el estrecho espaciamiento de los núcleos de las fibras secundarias en diferenciación en una zona estrecha cercana al epitelio ecuatorial, sugiere que la diferenciación de las células de las fibras secundarias se desvía de la descrita para las lentes de mamíferos o de aves. Debido a estas diferencias, hay que ser cauteloso a la hora de extrapolar los hallazgos en el pez cebra al desarrollo o la función del cristalino del ratón o del ser humano (Dahm et al., 2007).
En los ratones, al menos dos genes, Pitx3 y Foxe3, caracterizan la importancia de la naturaleza transitoria de la etapa del tallo del cristalino. En embriones de ratón, Pitx3 se expresa en el cristalino en desarrollo a partir de E11, primero en la vesícula del cristalino, y posteriormente en el epitelio anterior y en el ecuador del cristalino. Se ha demostrado que las mutaciones en las regiones reguladoras o codificadoras del gen Pitx3 causan el fenotipo de los ratones mutantes con afaquia (ak) o sin ojos (eyl), que carecen de lentes y pupilas (Rieger et al., 2001; Rosemann et al., 2010; Semina et al., 2000). En estos ratones, el tallo del cristalino persiste durante varios días y finalmente se degrada la vesícula rudimentaria del cristalino, y el tejido retiniano llena todo el globo ocular. Dado que Pitx3 también se expresa en las neuronas dopaminérgicas de la sustancia negra, estos ratones son también excelentes modelos para la enfermedad de Parkinson (Rosemann et al., 2010). A diferencia del ratón, las mutaciones en el PITX3 humano causan disgenesia mesenquimal del segmento anterior (ASMD; Semina et al., 1998).
Los ratones ak/ak tienen un fenotipo ocular muy similar al de los ratones dyl (disgenia del cristalino), lo que indica que ambos genes están implicados en el mismo proceso biológico. Blixt et al. (2000) demostraron que el fenotipo dyl está mediado por una mutación en el gen Foxe3. En el ratón, FoxE3 se expresa en el ojo en desarrollo alrededor de E9.5, al comienzo de la inducción del placode del cristalino (Fig. 10.2). A medida que se forma la placoda del cristalino, la expresión de FoxE3 aumenta y se limita a la vesícula del cristalino a medida que se desprende del ectodermo superficial. Se han identificado dos mutaciones en el dominio de unión al ADN de FoxE3 en ratones dyl. En humanos, las mutaciones en FOXE3 son responsables de la disgenesia óptica del segmento anterior (ASOD). Debido al patrón de expresión de FOXE3 y al fenotipo variable de los ratones dyl heterocigotos, se examinó una pequeña cohorte de pacientes con la anomalía de Peters en los que no se pudieron detectar mutaciones en PAX6 en busca de mutaciones en FOXE3. Uno de los pacientes resultó ser heterocigoto para una sustitución Arg90Leu que afectaba al dominio de unión al ADN de FOXE3 (Ormestad et al., 2002).
El segundo paso importante es la elongación de las células en la mitad posterior de la vesícula del cristalino llenándola de células de fibras primarias. En el mutante de ratón «motas opacas en el cristalino», una mutación puntual afecta a la región básica de Maf (codificada por un oncogén, responsable del fibrosarcoma musculoaponeurótico) e impide la correcta formación de las fibras primarias del cristalino dando lugar a un fenotipo similar a la catarata pulverulenta en una familia humana (Lyon et al., 2003). El MAF de los mamíferos se expresa en el placode del cristalino y en la vesícula del cristalino, y posteriormente en las fibras primarias del cristalino.
De forma similar, Puk et al. (2008) caracterizaron recientemente un nuevo mutante de ratón inducido por etil nitroso-urea (ENU) con un fenotipo de ojo pequeño y una vesícula del cristalino vacía en el estado homocigoto. En este caso, se identificó una mutación en el gen Gjf1 (también denominado Gje1). En el ratón, el gen Gjf1 codifica una proteína similar a la conexina de 23,8 kDa, que se expresa en la parte posterior de la vesícula del cristalino, donde comienza la elongación de las fibras primarias. En los mutantes se modifica el patrón de expresión de Pax6, Prox1, Six3 y Crygd, pero no el de Pax2. Se cree que el gen Gjf1 es esencial para la formación de las fibras primarias del cristalino (Puk et al., 2008) y podría considerarse una diana descendente del factor de transcripción c-Maf; las mutaciones en el correspondiente gen Maf conducen a un fenotipo similar en el ratón (Lyon et al., 2003; Perveen et al., 2007). En la actualidad, no está claro si existe un homólogo humano funcional del gen Gjf1 del ratón.
Un tercer fenotipo sin elongación de las fibras primarias del cristalino está causado por el knockout del gen Pparbp (que codifica la proteína de unión al receptor del proliferador de peroxisomas; Crawford et al., 2002). La relación entre estas tres proteínas funcionalmente distintas para la formación de las células primarias de las fibras del cristalino aún no está clara.
Además de estos tres genes, la señalización Wnt también podría desempeñar un papel en la elongación de las células primarias de las fibras. Faber et al. informaron en 2002 de una forma dominante-negativa del receptor Bmp 1b (símbolo del gen: Bmpr1b) en ratones transgénicos. Estos ratones mutantes transgénicos muestran una inhibición del desarrollo de las células fibrosas primarias, sin embargo, de forma asimétrica: sólo aparecía en el lado nasal del cristalino en la mitad ventral. Los autores concluyeron que distintos estímulos de diferenciación podrían estar activos en diferentes cuadrantes.
En la cara anterior, las células epiteliales del cristalino siguen siendo las únicas células mitóticamente activas en el cristalino. Se caracterizan por una expresión continua de varios genes Wnt: sin embargo, los datos de expresión detallados de los que se tiene constancia no sólo difieren entre el pollo y el ratón, sino que también varían entre las distintas cepas de ratones (para más detalles, véase una revisión de de Iongh et al., 2006). No obstante, sigue estando claro que los genes de la vía de señalización Wnt se expresan predominantemente en las células epiteliales del cristalino. También se ha demostrado que los receptores Fzd (símbolos genéticos: Fzd1-8) y los correceptores Lrp5 y Lrp6, los genes Sfrp1-3 y Dkk1-3 se expresan durante el desarrollo del cristalino. Están presentes principalmente en las células epiteliales; la única excepción es Fzd6 que se expresa cada vez más en las células fibrosas en diferenciación (de Iongh et al., 2006). Como ejemplo, se han analizado mutantes nulos de lrp6 que muestran (además de algunos otros defectos; véase la base de datos MGI) ojos pequeños y lentes aberrantes caracterizados por un epitelio anterior incompletamente formado que da lugar a la extrusión de las fibras del cristalino en el estroma corneal suprayacente (Stump et al., 2003).
Sin embargo, el desencadenante clave de la diferenciación de las células de fibra del cristalino es la señalización de Fgf. Uno de los hallazgos más significativos demostró en explantes de cristalino de rata que diferentes concentraciones de Fgf2 (anteriormente conocido como «Fgf básico» o «bFGF») son responsables de la proliferación de las células del cristalino, la migración y la diferenciación de las células de la fibra del cristalino (McAvoy y Chamberlain, 1989). Dado que aún se desconoce cuál de los diversos Fgf está implicado en la inducción del cristalino (Smith et al., 2010), la investigación se ha centrado en los receptores de Fgf. Como se mencionó anteriormente, se produjeron graves defectos en la elongación de las células de la fibra del cristalino en las lentes que carecían de tres genes receptores de Fgf (Fgfr1-3; Zhao et al., 2008). La señalización de Fgf también es necesaria para cebar la vía Wnt no canónica (es decir, independiente de la β-catenina) en las células epiteliales del cristalino; en los explantes del cristalino, conduce a la acumulación de β-cristalina, un marcador de la diferenciación de las células de la fibra (Lyo y Joo, 2004).
El cristalino maduro contiene varias clases de proteínas estructurales: las cristalinas (α-, β-, γ-, δ-, μ-, ζ-cristalinas), las proteínas transmembrana (como MP19 y MIP26, y las anexinas 43, 46 y 50), algunos colágenos y las proteínas del citoesqueleto y de los filamentos intermedios. Las mutaciones en los genes correspondientes (o en factores de transcripción específicos) provocan desequilibrios funcionales y opacidades del cristalino (catarata). La edad de aparición de las cataratas y su modo de herencia dependen de la expresión de los genes correspondientes y por el dominio que está afectado por la mutación subyacente. En total, se conocen ∼60 genes diferentes responsables de la formación de cataratas en ratones y humanos. Una discusión detallada de las mutaciones correspondientes y sus consecuencias funcionales está más allá del alcance de este capítulo; las revisiones correspondientes a este tema en particular fueron publicadas recientemente por el autor (Graw, 2009a,b).