Basidiospore

134.1 Xanthophyllomyces dendrorhous Golubev (1995)

Anamorphe : Phaffia rhodozyma M.W. Miller, Yoneyama & Soneda (1976b)

Croissance sur gélose à morphologie de levure : Après 1 mois à 18°C, la culture en strie est orange à rouge saumon, presque lisse, brillante à semi-mate, molle et à marge entière ou ondulée. Des chlamydospores sphériques avec des granules réfractiles peuvent être formées.

Cultures sur gélose de farine de maïs : Après 10 jours à 18°C, des pseudohyphes rudimentaires peuvent apparaître. Aucune hyphes véritables ne sont formées. Les ballistoconidies ne sont pas observées.

CoQ : 10 (Sugiyama et al. 1985).

Mol% G+C : 48,3 (BD : Miller et al. 1976b).

Hydrates de carbone cellulaires : Mannose, xylose, glucose, galactose et rhamnose sont présents dans les hydrolysats de cellules entières (Johnson et al. 1978).

Souche type : CBS 7918.

Origine des souches étudiées : Les données fournies dans la description standard ci-dessus ont été compilées à partir de la souche type CBS 7918, qui a été isolée par Golubev (1995) à partir du flux d’un bouleau argenté (Betula pendula) dans la région de Moscou en Russie et à partir du site Web du CBS pour les souches CBS 5905, qui est la souche type de Phaffia rhodozyma, isolée à partir d’un hêtre japonais (Fagus crenata) au Japon (Phaff et al. 1972) ; CBS 5908, d’un aulne japonais (Alnus japonica) au Japon (Phaff et al. 1972) ; CBS 6938, d’une souche de Betula sp. en Finlande collectée par O. Turpeinen en Finlande, mai 1977 (Golubev 1998b) ; CBS 7919, d’un bouleau blanc (Betula tauschii) au Japon (Phaff et al. 1972) et CBS 9090, qui est présumé avoir la même source que CBS 5905 (Fell et al. 2007). Ces souches, et des isolats supplémentaires, ont été examinés à partir d’analyses phylogénétiques (Fell et al. 2007, voir ci-dessous : « Systématique »).

Systématique : Xanthophyllomyces est un membre des Cystofilobasidiales. Xanthophyllomyces a un cycle de reproduction sexuel distinctif parmi les Cystofilobasidiales et parmi les levures basidiomycètes, en général. Le cycle est homocaryotique par accouplement de la cellule et du bourgeon. Un holobasidium allongé est produit et les basidiospores sont produites de façon terminale sur de minuscules piquets. La formation terminale de basidiospores sur des holométabasidies est présente chez les Cystofilobasidiales (voir Cystofilobasidium capitatum). En revanche, le cycle sexuel de C. capitatum, et d’autres membres des Cystofilobasidiales, comprend la formation de téliospores, une caractéristique qui n’est pas présente chez Xanthophyllomyces.

Écologie : Xanthophyllomyces dendrorhous a été isolé de la sève d’arbres dans les régions tempérées des hémisphères nord et sud. Les habitats comprennent l’aulne du Japon (Alnus japonica) au Japon (Phaff et al. 1972), une souche pourrie d’un bouleau (Betula sp.) en Finlande (Golubev 1998b), le bouleau à papier (Betula papyrifera) en Alaska, le bouleau blanc (B. tauschii) au Japon (Phaff et al. 1972), le bouleau gris (B. populifolia) dans le Wisconsin et l’Illinois, USA (obtenu par C.P. Kurtzman comme signalé dans Fell et al. 2007), de bouleau argenté (B. pendula) en Russie (Golubev 1995) et de souches en décomposition à Kaiserslautern, Allemagne (Weber et al. 2006), de cornouiller (Cornus brachypoda) au Japon (Phaff et al. 1972), de hêtre japonais (Fagus crenata) au Japon (Phaff et al. 1972) et de hêtre du sud (Nothofagus sp.) en Argentine (Libkind et al. 2007). Cette dernière étude a signalé la présence de X. dendrorhous en association avec les fructifications de l’ascomycète Cyttaria hariotti, qui est un parasite du hêtre austral. Récemment, une souche de Xanthophyllomyces (MIC-CONC-2006-762) a été isolée d’une feuille de gommier bleu de Tasmanie (Eucalyptus globules) dans le climat méditerranéen de Concepción, Chili, par Weber et al. (2008). Les auteurs ont signalé que la souche ne se regroupait pas avec le complexe X. dendrorhous (y compris Phaffia rhodozyma) dans les analyses phylogénétiques ITS et LSU rRNA. La souche diffère également des autres souches de Xanthophyllomyces par sa capacité à se développer à 28°C, contrairement à la température maximale typique de croissance de 25°C. La gomme bleue est originaire de Tasmanie et d’Australie et a été exportée dans le monde entier, en raison de sa valeur pour la production de bois. Une étude des souches de Xanthophyllomyces associées à la distribution mondiale de l’arbre à gomme bleue pourrait fournir des informations écologiques et phylogénétiques intéressantes.

Biotechnologie : Xanthophyllomyces dendrorhous a une valeur en biotechnologie comme source d’astaxanthine, principalement pour la mariculture (Johnson et Schroeder 1995). Les premières études sur les salmonidés et l’alimentation animale, qui ont montré son efficacité comme source de pigmentation, ont été menées avec Phaffia rhodozyma (voir chapitre 152). Par la suite, des souches de X. dendrorhous, qui produisent des niveaux élevés d’astaxanthine, ont été développées pour la production commerciale. La plupart des mutants ont été isolés par mutagenèse aléatoire et criblage en raison de l’absence de connaissances sur la génétique de l’espèce. Des méthodes ont été développées pour l’isolement des mutants hyperproducteurs, telles que la sélection à l’antimycine-agar, l’application de la cytométrie en flux et le tri cellulaire (An et al. 1989, 1991), et des conditions pour une synthèse accrue des caroténoïdes pendant la croissance (Gu et al. 1997, Schroeder et Johnson 1995, Schroeder et al. 1996).

Puisque la biosynthèse des caroténoïdes est l’une des caractéristiques remarquables de X. dendrorhous, elle a été étudiée de manière assez détaillée. Environ 85% est de l’astaxanthine avec des quantités mineures de β-carotène et d’autres caroténoïdes (Andrewes et al. 1976). L’astaxanthine de P. rhodozyma, et probablement de X. dendrorhous, a la configuration 3R, 3R’-, opposée à celle de l’astaxanthine des autres sources étudiées jusqu’à présent (Andrewes et Starr 1976). La teneur et la quantité de caroténoïdes varient considérablement, ce qui dépend de la souche et des conditions de culture. La production de caroténoïdes est nettement stimulée par l’oxygène et les espèces réactives dérivées de l’oxygène (An et al. 1989, Johnson et Lewis 1979, Schroeder et al. 1985). De nombreux mutants formateurs de caroténoïdes ont été isolés, qui donnent différentes couleurs de croissance sur la gélose, notamment le blanc, le jaune et le rouge-orange foncé (Johnson 2003). La formation de caroténoïdes et la couleur attrayante de la levure constituent un excellent outil d’enseignement de la biologie des levures (Weber et Davoli 2003).

La biosynthèse des différents caroténoïdes chez X. dendrorhous et P. rhodozyma est mal comprise. Des gènes ont été isolés et séquencés conduisant au β-carotène (Visser et al. 2003). En 1989, il a été proposé que les enzymes du cytochrome P-450 soient responsables de la conversion du β-carotène en astaxanthine (An et al. 1989), et ce n’est qu’en 2006 qu’un gène codant pour un cytochrome P-450 de la sous-famille 3A humaine a été isolé avec la fonction putative de conversion du β-carotène. L’introduction du gène dans un mutant β-carotène isolé par An et al. (1989) a restauré la biosynthèse de l’astaxanthine (Ojima et al. 2006). Cependant, la preuve complète que le produit de ce gène est uniquement responsable de la conversion du β-carotène en astaxanthine nécessitera des études supplémentaires, notamment la purification et la caractérisation de l’enzyme ou des enzymes. Jusqu’à présent, l’analyse des enzymes pour la biosynthèse des caroténoïdes n’a pas été accomplie, ce qui est principalement dû à leur nature lipophile et à leur localisation membranaire, au manque de substrats caroténoïdes disponibles commercialement dans la voie de biosynthèse et à la probabilité d’une activité catalytique lente.

Dans d’autres études, X. dendrorhous a été signalé comme produisant un trisaccharide, le néokestose, avec une activité probiotique potentielle (Kritzinger et al. 2003). Récemment, une α-glucosidase avec une activité amylolytique a été isolée de X. dendrorhous (Marín et al. 2006), soutenant la capacité de la levure à se développer sur le maltose.

L’habitat primaire de X. dendrorhous et P. rhodozyma a été considéré comme étant les flux de bave des arbres à feuilles caduques dans les latitudes nordiques et à haute altitude. Dans cet habitat, la fonction des caroténoïdes dans la levure est probablement de fournir une protection contre les substances antifongiques photogénérées dans le flux des arbres, telles que les espèces réactives de l’oxygène, y compris l’oxygène singulet, le peroxyde d’hydrogène et l’ozone (Schroeder et Johnson 1995). L’exposition à la lumière affecte également la croissance et la formation de caroténoïdes chez X. dendrorhous (An et Johnson 1990). Schroeder et Johnson (1993a,b, 1995) ont démontré qu’une fonction physiologique primaire des caroténoïdes chez X. dendrorhous est de protéger contre la destruction par les espèces réactives de l’oxygène. X. dendrorhous est souvent isolé de flux de bave ou d’arbres à feuilles caduques ou en association avec d’autres champignons, et on pourrait s’attendre à ce qu’il y ait des interactions entre ces champignons. Echavarri-Erasun et Johnson (2004) ont constaté que la croissance et la formation d’astaxanthine chez X. dendrorhous étaient affectées par l’ascomycète Epicoccum nigrum et par des extraits cellulaires de ce champignon. Dans un exemple d’interaction fongique, on a signalé que des souches de X. dendrorhous dégradaient, dans des conditions de laboratoire, l’ochratoxine (Péteri et al. 2007), qui est une toxine produite par des espèces d’Aspergillus et de Penicillium. Des études plus poussées sur l’écologie de X. dendrorhous et les interactions au sein des consortiums microbiens permettraient de mieux comprendre la biologie de la levure.

Agriculture et alimentation : L’astaxanthine est produite commercialement comme complément alimentaire, principalement pour l’aquaculture des salmonidés. Le pigment pourrait éventuellement être utilisé sur d’autres marchés d’alimentation pour la chair de volaille, les œufs de poulet, les crustacés et les oiseaux exotiques tels que les flamants roses. L’astaxanthine est un produit chimique fin qui a traditionnellement été produit par synthèse chimique totale, mais le processus nécessite plusieurs étapes et aboutit à un mélange de quatre isoformes chirales (Johnson et Schroeder 1995). Les formes naturelles d’astaxanthine consistent en une seule isoforme chirale, soit 3S, 3S’- ou 3R, 3R’. Les sources naturelles explorées pour les utilisations en alimentation animale et humaine comprennent la levure X. dendrorhous, la microalgue Haematococcus pluvialis, les thraustochytrides et les extraits de krill et de crevettes, mais les extraits de krill et de crustacés ne sont pas économiquement réalisables en raison de leurs faibles concentrations en astaxanthine.

A la suite de l’identification de l’astaxanthine dans Phaffia rhodozyma par Andrewes et al. (1976), certaines sociétés américaines, danoises, néerlandaises, suisses et japonaises ont commencé à développer des souches à usage industriel. Des souches de X. dendrorhous ont été développées dans l’industrie et produisent 5-15 mg/kg de masse sèche de levure. Haematococcus pluvialis est également une source naturelle commerciale d’astaxanthine, et dans des conditions de culture spécialisées, l’algue produit de grandes quantités d’astaxanthine (10-20 mg/g) dans les kystes. La culture de l’algue nécessite des conditions de culture spécialisées et longues et la libération de l’astaxanthine des kystes. X. dendrorhous présente l’avantage d’une croissance rapide et de niveaux élevés de biomasse en culture de fermentation (100-150 g de levure par litre). Cependant, la levure doit être cultivée à basse température (≤25°C) et, problème supplémentaire pour l’utilisation comme ingrédient alimentaire, la paroi cellulaire épaisse de la levure doit être traitée par fracture mécanique, digestion enzymatique ou autolyse pour permettre la libération des caroténoïdes.

Importance clinique : La levure ne se développe pas au-dessus de 25°C et est considérée comme sûre pour la consommation humaine. L’astaxanthine a de puissantes propriétés antioxydantes, et elle est commercialisée comme un complément alimentaire qui pourrait prévenir les maladies dégénératives et le vieillissement (Hussein et al. 2006).