4.3 De la vésicule du cristallin à la lentille mature
La vésicule du cristallin se forme en fermant la cupule du cristallin (également appelée fosse du cristallin) et en se détachant de l’ectoderme de surface. Une étape intermédiaire est le développement d’un pédoncule du cristallin maintenant ensemble la vésicule fermée et l’ectoderme de surface pendant quelques heures (chez la souris). La vésicule du cristallin est presque sphérique avec une grande cavité centrale ; les cellules de son pôle postérieur s’allongent jusqu’à atteindre les cellules épithéliales antérieures et remplissent toute la vésicule du cristallin ; ces cellules allongées sont appelées cellules primaires des fibres du cristallin. Cette étape se produit vers le 44e jour de gestation chez l’embryon humain et à E11,5 chez la souris (Fig. 10.5). Les cellules du pôle antérieur de la vésicule du cristallin restent des cellules épithéliales. Les cellules mitotiquement actives entourant la région centrale de l’épithélium du cristallin se déplacent vers la région équatoriale (ou région de l’arc du cristallin), où elles s’allongent et se différencient en fibres secondaires du cristallin. La ligne médiane, où les fibres secondaires du cristallin provenant de points opposés de l’équateur se rejoignent, est appelée la suture du cristallin antérieur et postérieur. Les fibres secondaires du cristallin forment des couches concentriques autour des fibres primaires du noyau du cristallin (chez la souris au jour E15,5 ; fig. 10.5). Avec cette disposition, les fibres du cristallin vers la périphérie sont successivement plus jeunes en termes de développement et de différenciation. Tant que le cristallin croît, de nouvelles fibres secondaires s’installent depuis l’équateur sur le cortex externe du cristallin.
Figure 10.5. Formation du cristallin. Une fois la vésicule du cristallin formée, les fibres primaires du cristallin s’allongent à partir de l’épithélium postérieur de la vésicule du cristallin et remplissent toute sa lumière. Les cellules des fibres secondaires commencent à s’allonger dans la région de l’arc du cristallin ; les fibres des côtés opposés se rencontrent au pôle antérieur et postérieur, et donnent naissance aux sutures du cristallin (qui ont la forme d’un Y dans la vue tridimensionnelle). L’étape finale de la différenciation du cristallin est la dégradation des noyaux cellulaires et des mitochondries, qui a lieu vers la naissance chez la souris (modifié d’après Graw, 2003 ; avec la permission du Nature Publishing Group).
Les cellules des fibres primaires et secondaires perdent toutes deux leurs mitochondries et leurs noyaux cellulaires au cours du processus de différenciation final : pour les fibres primaires, il a lieu chez la souris à E17/E18 et est finalisé 2 semaines après la naissance, lorsque les souris ouvrent leurs paupières (Vrensen et al, 1991). Les cellules des fibres secondaires, qui encerclent les cellules des fibres primaires, perdent leurs organites, lorsqu’elles passent du cortex externe au cortex interne (Kuwabara et Imaizumi, 1974).
Les cellules épithéliales antérieures, cependant, restent mitotiquement actives comme une niche de cellules souches produisant des cellules des fibres secondaires. Ces cellules fibreuses secondaires du cristallin sont des cellules différenciées en phase terminale et perdent également leurs organites, lorsqu’elles sont pressées plus profondément dans le cristallin par les cellules fibreuses successives.
Chez le poisson zèbre, cependant, plusieurs différences dans le développement et la différenciation du cristallin se produisent. En particulier, l’élongation des cellules fibreuses primaires se produit de manière circulaire, ce qui donne un noyau de lentille embryonnaire avec des coquilles concentriques de fibres. L’espacement très étroit des noyaux des fibres secondaires en cours de différenciation dans une zone étroite proche de l’épithélium équatorial suggère cependant que la différenciation des cellules des fibres secondaires s’écarte de celle décrite pour les lentilles mammifères ou aviaires. En raison de ces différences, il faut être prudent lors de l’extrapolation des résultats sur le poisson zèbre au développement ou à la fonction du cristallin chez la souris ou l’homme (Dahm et al., 2007).
Chez la souris, au moins deux gènes, Pitx3 et Foxe3, caractérisent l’importance de la nature transitoire du stade de la tige du cristallin. Chez les embryons de souris, Pitx3 est exprimé dans le cristallin en développement à partir de E11, d’abord dans la vésicule du cristallin, puis dans l’épithélium antérieur et l’équateur du cristallin. Il a été démontré que des mutations dans les régions régulatrices ou codantes du gène Pitx3 provoquent le phénotype des souris mutantes aphaques (ak) ou sans yeux (eyl), qui n’ont ni lentille ni pupille (Rieger et al., 2001 ; Rosemann et al., 2010 ; Semina et al., 2000). Chez ces souris, la tige du cristallin persiste pendant plusieurs jours, ce qui conduit finalement à une dégradation de la vésicule rudimentaire du cristallin, et le tissu rétinien remplit tout le globe oculaire. Comme Pitx3 est également exprimé dans les neurones dopaminergiques de la substantia nigra, ces souris sont également d’excellents modèles pour la maladie de Parkinson (Rosemann et al., 2010). Contrairement à la souris, les mutations du PITX3 humain provoquent une dysgénésie mésenchymateuse du segment antérieur (ASMD ; Semina et al., 1998).
Les souris ak/ak ont un phénotype oculaire très similaire à celui des souris dyl (dysgénésie du cristallin), ce qui indique que les deux gènes sont impliqués dans le même processus biologique. Blixt et al. (2000) ont montré que le phénotype dyl est médié par une mutation du gène Foxe3. Chez la souris, FoxE3 est exprimé dans l’œil en développement vers E9.5, au début de l’induction de la placode du cristallin (Fig. 10.2). Au fur et à mesure que la placode du cristallin se forme, l’expression de FoxE3 augmente et devient confinée à la vésicule du cristallin lorsqu’elle se détache de l’ectoderme de surface. Deux mutations dans le domaine de liaison à l’ADN de FoxE3 ont été identifiées chez les souris dyl. Chez l’homme, les mutations de FOXE3 sont responsables de la dysgénésie optique du segment antérieur (ASOD). En raison du profil d’expression de FOXE3 et du phénotype variable des souris dyl hétérozygotes, une petite cohorte de patients présentant une anomalie de Peters et chez lesquels aucune mutation de PAX6 n’avait pu être détectée a été examinée à la recherche de mutations de FOXE3. L’un des patients s’est avéré être hétérozygote pour une substitution Arg90Leu affectant le domaine de liaison à l’ADN de FOXE3 (Ormestad et al., 2002).
La deuxième étape importante est l’élongation des cellules de la moitié postérieure de la vésicule du cristallin la remplissant de cellules de fibres primaires. Chez le mutant de souris » opaque flecks in the lens « , une mutation ponctuelle affecte la région basique de Maf (codée par un oncogène, responsable du fibrosarcome musculoaponévrotique) et empêche la formation correcte des fibres primaires du cristallin conduisant à un phénotype similaire à la cataracte pulverulente dans une famille humaine (Lyon et al., 2003). La MAF des mammifères est exprimée dans la placode du cristallin et la vésicule du cristallin, puis dans les fibres primaires du cristallin.
De même, Puk et al. (2008) ont récemment caractérisé un nouveau mutant de souris induit par l’éthyl nitroso-urée (ENU) présentant un phénotype de petits yeux et une vésicule du cristallin vide à l’état homozygote. Dans ce cas, une mutation du gène Gjf1 (également appelé Gje1) a été identifiée. Chez la souris, le gène Gjf1 code pour une protéine de type connexine de 23,8 kDa, qui est exprimée dans la partie postérieure de la vésicule du cristallin, où commence l’élongation des fibres primaires. Chez les mutants, le profil d’expression de Pax6, Prox1, Six3 et Crygd est modifié, mais pas celui de Pax2. Le gène Gjf1 est considéré comme essentiel à la formation des fibres primaires du cristallin (Puk et al., 2008) et pourrait être considéré comme une cible en aval du facteur de transcription c-Maf ; les mutations du gène Maf correspondant entraînent un phénotype similaire chez la souris (Lyon et al., 2003 ; Perveen et al., 2007). À l’heure actuelle, on ne sait pas s’il existe une contrepartie humaine fonctionnelle du gène Gjf1 de la souris.
Un troisième phénotype sans élongation des fibres primaires du cristallin est causé par le knock-out du gène Pparbp (codant pour la protéine de liaison du récepteur de l’activateur de prolifération des peroxysomes ; Crawford et al., 2002). La relation entre ces trois protéines fonctionnellement distinctes pour la formation des cellules des fibres primaires du cristallin n’est pas encore claire.
En plus de ces trois gènes, la signalisation Wnt pourrait également jouer un rôle dans l’élongation des cellules des fibres primaires. Faber et al. ont signalé en 2002 une forme dominante-négative du récepteur Bmp 1b (symbole du gène : Bmpr1b) chez des souris transgéniques. Ces souris transgéniques mutantes montrent une inhibition du développement des cellules de la fibre primaire, mais de façon asymétrique : elle n’apparaît que sur le côté nasal du cristallin dans la moitié ventrale. Les auteurs ont conclu que des stimuli de différenciation distincts pourraient être actifs dans différents quadrants.
Sur la face antérieure, les cellules épithéliales du cristallin restent les seules cellules mitotiquement actives du cristallin. Elles sont caractérisées par une expression continue de plusieurs gènes Wnt : cependant, les données d’expression détaillées rapportées ne sont pas seulement différentes entre le poussin et la souris, mais varient également entre les différentes souches de souris (pour plus de détails, voir une revue par de Iongh et al., 2006). Néanmoins, il reste clair que les gènes de la voie de signalisation Wnt sont exprimés principalement dans les cellules épithéliales du cristallin. De manière cohérente, il a également été démontré que les récepteurs Fzd (symboles des gènes : Fzd1-8) et les corécepteurs Lrp5 et Lrp6, les gènes Sfrp1-3 et Dkk1-3 sont exprimés au cours du développement du cristallin. Ils sont principalement présents dans les cellules épithéliales ; la seule exception est Fzd6 qui est de plus en plus exprimé dans les cellules fibreuses en cours de différenciation (de Iongh et al., 2006). A titre d’exemple, des mutants nuls lrp6 ont été analysés, montrant (en plus de quelques autres défauts ; voir la base de données MGI) de petits yeux et des lentilles aberrantes caractérisées par un épithélium antérieur incomplètement formé résultant en une extrusion des fibres de la lentille dans le stroma cornéen sus-jacent (Stump et al., 2003).
Cependant, le déclencheur clé de la différenciation des cellules des fibres de la lentille est la signalisation Fgf. L’un des résultats les plus significatifs a démontré dans des explants de lentille de rat que différentes concentrations de Fgf2 (précédemment connu sous le nom de « basic Fgf » ou « bFGF ») sont responsables de la prolifération, de la migration et de la différenciation des cellules des fibres du cristallin (McAvoy et Chamberlain, 1989). Comme on ne sait toujours pas lesquels des différents Fgf sont impliqués dans l’induction du cristallin (Smith et al., 2010), les recherches se sont concentrées sur les récepteurs Fgf. Comme mentionné ci-dessus, de graves défauts dans l’élongation des cellules des fibres du cristallin sont apparus dans les lentilles dépourvues de trois gènes récepteurs de Fgf (Fgfr1-3 ; Zhao et al., 2008). La signalisation Fgf est également nécessaire pour amorcer la voie Wnt non canonique (c.-à-d, indépendante de la β-caténine) dans les cellules épithéliales du cristallin ; dans les explants de cristallin, elle conduit à l’accumulation de la β-cristalline, un marqueur de la différenciation des cellules fibreuses (Lyo et Joo, 2004).
Le cristallin mature contient plusieurs classes de protéines structurelles : les cristallines (α-, β-, γ-, δ-, μ-, ζ-cristallines), des protéines transmembranaires (comme MP19 et MIP26, et les connexines 43, 46 et 50), certains collagènes, et des protéines du cytosquelette et des filaments intermédiaires. Les mutations des gènes correspondants (ou de facteurs de transcription spécifiques) entraînent des déséquilibres fonctionnels et des opacités du cristallin (cataracte). L’âge d’apparition des cataractes et leur mode d’hérédité dépendent de l’expression des gènes correspondants et du domaine qui est affecté par la mutation sous-jacente. Au total, ∼60 gènes différents sont connus pour être responsables de la formation de la cataracte chez la souris et l’homme. Une discussion détaillée des mutations correspondantes et de leurs conséquences fonctionnelles dépasse le cadre de ce chapitre ; des revues correspondant à ce sujet particulier ont été publiées récemment par l’auteur (Graw, 2009a,b).