Basidiospóra

134.1 Xanthophyllomyces dendrorhous Golubev (1995)

Anamorfózis: Phaffia rhodozyma M.W. Miller, Yoneyama & Soneda (1976b)

Növekedés élesztőmorfológiai agaron: 1 hónap után 18°C-on a csíkkultúra narancssárga vagy lazacvörös színű, majdnem sima, fényes vagy félig tompa, puha, a pereme teljes vagy hullámos. Gömb alakú klamidospórák képződhetnek törékeny szemcsékkel.

Kukoricaliszt agaron tenyésztett diakultúrák: 18°C-on 10 nap után kezdetleges pszeudohifák keletkezhetnek. Igazi hifák nem képződnek. Ballisztokonídiumok nem figyelhetők meg.

CoQ: 10 (Sugiyama et al. 1985).

Mol% G+C: 48,3 (BD: Miller et al. 1976b).

Cella szénhidrátok: Mannóz, xilóz, glükóz, galaktóz és ramnóz jelen van a teljes sejt hidrolizátumokban (Johnson et al. 1978).

Típusos törzs: CBS 7918.

A vizsgált törzsek eredete: A fenti standard leírásban megadott adatokat a CBS 7918 típus törzsből állították össze, amelyet Golubev (1995) izolált egy ezüstnyírfa (Betula pendula) fluxusából Oroszország moszkvai régiójában, valamint a CBS honlapján található CBS 5905 törzsről, amely a Phaffia rhodozyma típus törzse, amelyet Japánban egy japán bükkfáról (Fagus crenata) izoláltak (Phaff et al. 1972); CBS 5908, egy japán égerről (Alnus japonica) Japánban (Phaff et al. 1972); CBS 6938, egy finnországi Betula sp. tuskóról, amelyet O. Turpeinen gyűjtött Finnországban, 1977 májusában (Golubev 1998b); CBS 7919, egy fehér nyírfáról (Betula tauschii) Japánban (Phaff et al. 1972) és CBS 9090, amely feltehetően a CBS 5905-tel azonos forrásból származik (Fell et al. 2007). Ezeket a törzseket és további izolátumokat filogenetikai elemzések alapján vizsgálták (Fell et al. 2007, lásd alább: “Rendszertan”).

Szisztematika: A Xanthophyllomyces a Cystofilobasidiales családba tartozik. A Xanthophyllomyces a Cystofilobasidiales és általában a bazidiomycetes élesztők között jellegzetes szexuális szaporodási ciklussal rendelkezik. A ciklus homokarióta a sejt és a bimbó párosodásán keresztül. Hosszúkás holobazídium keletkezik, és a bazidiospórák terminálisan, apró csapokon termelődnek. A bazidiospórák terminális képződése a holometabasídiumokon a Cystofilobasidiales-ben van jelen (lásd Cystofilobasidium capitatum). Ezzel szemben a C. capitatum és a Cystofilobasidiales más tagjainak szexuális ciklusa magában foglalja a teliospórák képződését, ami a Xanthophyllomycesben nincs jelen.

Ökológia: A Xanthophyllomyces dendrorhous-t az északi és déli félteke mérsékelt égövi régióiban élő fák nedvéből izolálták. Az élőhelyek közé tartozik a japán éger (Alnus japonica) Japánban (Phaff et al. 1972), egy nyírfa (Betula sp.) korhadó csonkja Finnországban (Golubev 1998b), papírnyírfa (Betula papyrifera) Alaszkában, fehér nyírfa (B. tauschii) Japánban (Phaff et al. 1972), szürke nyírfa (B. populifolia) Wisconsinban és Illinois-ban, USA-ban (amelyet C.P. Kurtzman, Fell et al. 2007), ezüstnyír (B. pendula) Oroszországban (Golubev 1995) és korhadó tuskók Kaiserslauternben, Németországban (Weber et al. 2006), kutyabenge (Cornus brachypoda) Japánban (Phaff et al. 1972), japán bükkfa (Fagus crenata) Japánban (Phaff et al. 1972) és a déli bükkfa (Nothofagus sp.) Argentínában (Libkind et al. 2007). Az utóbbi tanulmány a X. dendrorhous előfordulásáról számolt be a Cyttaria hariotti aszkomycéta termőtestével együtt, amely a déli bükkfa parazitája. A közelmúltban Weber és munkatársai (2008) egy Xanthophyllomyces-törzset (MIC-CONC-2006-762) izoláltak a chilei Concepción mediterrán éghajlatú, tasmániai kék gumifa (Eucalyptus globules) egyik leveléből. A szerzők arról számoltak be, hogy a törzs az ITS és LSU rRNS filogenetikai elemzések során nem klasztereződött a X. dendrorhous komplexummal (beleértve a Phaffia rhodozyma-t). A törzs abban is különbözött más Xanthophyllomyces törzsektől, hogy 28°C-on is képes növekedni, szemben a tipikus 25°C-os maximális növekedési hőmérséklettel. A kék rágógumi Tasmániában és Ausztráliában őshonos, és a fakitermelésben betöltött értéke miatt világszerte exportálják. A kék rágófa világméretű elterjedéséhez kapcsolódó Xanthophyllomyces törzsek vizsgálata érdekes ökológiai és filogenetikai információkkal szolgálhat.

Biotechnológia: A Xanthophyllomyces dendrorhous értéket képvisel a biotechnológiában, mint asztaxantinforrás, elsősorban a tengerészet számára (Johnson és Schroeder 1995). A korai lazacokkal és állatok etetésével kapcsolatos vizsgálatokat, amelyek kimutatták a pigmentforrásként való hatékonyságát, a Phaffia rhodozyma-val végezték (lásd a 152. fejezetet). Ezt követően a X. dendrorhous törzseit, amelyek nagy mennyiségű asztaxantint termelnek, kereskedelmi termelésre fejlesztették ki. A legtöbb mutánst véletlenszerű mutagenezissel és szűréssel izolálták, mivel nem ismerték a faj genetikáját. A hipertermelő mutánsok izolálására olyan módszereket dolgoztak ki, mint az antimycin-agar szelekció, az áramlási citometria és a sejtválogatás alkalmazása (An et al. 1989, 1991), valamint a növekedés során fokozott karotinoidszintézist biztosító körülmények (Gu et al. 1997, Schroeder és Johnson 1995, Schroeder et al. 1996).

Mivel a karotinoid bioszintézis a X. dendrorhous egyik kiemelkedő jellemzője, ezért részletesen tanulmányozták. Körülbelül 85%-a asztaxantin, kisebb mennyiségben β-karotin és más karotinoidok (Andrewes et al. 1976). A P. rhodozyma és feltehetően a X. dendrorhous asztaxantinja 3R, 3R’-konfigurációjú, ellentétes az eddig vizsgált más forrásokból származó asztaxantinéval (Andrewes és Starr 1976). A karotinoid-tartalom és -mennyiség jelentősen változik, ami a törzstől és a tenyésztési körülményektől függ. A karotinoidtermelést jelentősen serkenti az oxigén és a származékos reaktív oxigénfajok (An és mtsai. 1989, Johnson és Lewis 1979, Schroeder és mtsai. 1985). Számos karotinoid-képző mutánst izoláltak, amelyek különböző színű növekedést kölcsönöznek agaron, beleértve a fehér, sárga és mély narancsvörös színt (Johnson 2003). A karotinoidok képződése és a vonzó élesztőszín kiváló oktatási eszközt nyújt az élesztőbiológiában (Weber és Davoli 2003).

A X. dendrorhous és a P. rhodozyma különböző karotinoidjainak bioszintézise kevéssé ismert. Izolálták és szekvenálták a β-karotinhoz vezető géneket (Visser és mtsai. 2003). 1989-ben azt javasolták, hogy a citokróm P-450 enzimek felelősek a β-karotin asztaxantinná történő átalakításáért (An et al. 1989), és csak 2006-ban izolálták a humán 3A alcsaládba tartozó citokróm P-450-et kódoló gént, amelynek feltételezett funkciója a β-karotin átalakítása. A gén bevezetése az An és munkatársai (1989) által izolált β-karotin mutánsba helyreállította az asztaxantin bioszintézist (Ojima és munkatársai 2006). Annak teljes bizonyításához azonban, hogy ez a géntermék egyedül felelős a β-karotin asztaxantinná történő átalakításáért, további vizsgálatokra lesz szükség, beleértve az enzim(ek) tisztítását és jellemzését. A mai napig nem sikerült a karotinoid-bioszintézishez szükséges enzimek elemzése, ami elsősorban a lipofil természetük és membrán elhelyezkedésük, a bioszintetikus útvonal kereskedelmi forgalomban kapható karotinoid szubsztrátjainak hiánya és a lassú katalitikus aktivitás valószínűsége miatt van így.

Más vizsgálatokban a X. dendrorhous egy triszacharid, a neokesztóz előállításáról számoltak be, amely potenciális probiotikus aktivitással rendelkezik (Kritzinger et al. 2003). Nemrégiben egy amilolitikus aktivitású α-glükozidázt izoláltak a X. dendrorhousból (Marín et al. 2006), ami alátámasztja az élesztő malátacukoron való növekedési képességét.

A X. dendrorhous és a P. rhodozyma elsődleges élőhelyének az északi szélességeken és nagy magasságokban található lombhullató fák nyálkafolyásait tekintik. Ebben az élőhelyen az élesztőben lévő karotinoidok funkciója valószínűleg az, hogy védelmet nyújtsanak a fafolyadékban lévő fotogenerált gombaellenes anyagokkal szemben, mint például a reaktív oxigénfajok, beleértve a szingulett oxigént, a hidrogén-peroxidot és az ózont (Schroeder és Johnson 1995). A fénynek való kitettség a X. dendrorhousban is befolyásolja a növekedést és a karotinoidképződést (An és Johnson 1990). Schroeder és Johnson (1993a,b, 1995) kimutatta, hogy a karotinoidok elsődleges fiziológiai funkciója a X. dendrorhousban a reaktív oxigénfajok általi pusztulás elleni védelem. A X. dendrorhous-t gyakran izolálják nyálkafolyásokból vagy lombhullató fákról, illetve más gombákkal társulva, és feltételezhető, hogy a gombák között kölcsönhatások vannak. Echavarri-Erasun és Johnson (2004) azt találták, hogy a X. dendrorhous növekedését és asztaxantin képződését az Epicoccum nigrum aszkomycéta és a gombából származó sejtmentes kivonatok befolyásolták. A gombák közötti kölcsönhatás egyik ilyen példájában a X. dendrorhous törzsek laboratóriumi körülmények között lebontották az ochratoxint (Péteri és mtsai. 2007), amely egy Aspergillus és Penicillium fajok által termelt toxin. A X. dendrorhous ökológiájának és a mikrobiális konzorciumokon belüli kölcsönhatásoknak a további vizsgálata nagyobb betekintést nyújtana az élesztő biológiájába.

Mezőgazdaság és élelmiszer: Az asztaxantint kereskedelmi forgalomban takarmánykiegészítőként állítják elő, főként lazacfélék akvakultúrájában. A pigmentet végül más takarmánypiacokon is felhasználhatják baromfihús, csirketojás, rákfélék és egzotikus madarak, például flamingók esetében. Az asztaxantin finom vegyi anyag, amelyet hagyományosan teljes kémiai szintézissel állítanak elő, de a folyamat több lépést igényel, és négy királis izoforma keverékét eredményezi (Johnson és Schroeder 1995). Az asztaxantin természetes formái csak egy királis izoformából állnak, a 3S, 3S’-ből vagy a 3R, 3R’-ből. A takarmány- és élelmiszeripari felhasználásra vizsgált természetes források közé tartozik a X. dendrorhous élesztő, a Haematococcus pluvialis mikroalga, a thraustochytridák, valamint a krill és a garnélarák kivonatai, de a krill és a rákfélék kivonatai alacsony asztaxantin-koncentrációjuk miatt gazdaságilag nem megvalósíthatóak.

Azt követően, hogy Andrewes és munkatársai (1976) azonosították az astaxantint a Phaffia rhodozyma-ban, egyes amerikai, dán, holland, svájci és japán vállalatok megkezdték az ipari felhasználásra szánt törzsek fejlesztését. Az iparban olyan X. dendrorhous törzseket fejlesztettek ki, amelyek 5-15 mg/kg élesztőszárazanyagot termelnek. A Haematococcus pluvialis szintén az asztaxantin kereskedelmi forgalomban kapható természetes forrása, és speciális tenyésztési körülmények között az alga nagy mennyiségű asztaxantint (10-20 mg/g) termel a cisztákban. Az alga tenyésztése speciális és hosszadalmas tenyésztési körülményeket és az asztaxantin felszabadítását igényli a cisztákból. A X. dendrorhous előnye a gyors növekedés és a nagy mennyiségű biomassza a fermentációs kultúrában (100-150 g élesztő literenként). Az élesztőt azonban alacsony hőmérsékleten (≤25°C) kell termeszteni, és a takarmány-összetevőként való felhasználás további problémája, hogy az élesztő vastag sejtfalát mechanikus töréssel, enzimes emésztéssel vagy autolízissel kell feldolgozni a karotinoidok felszabadításához.

Klinikai jelentősége: Az élesztő nem növekszik 25°C felett, és emberi fogyasztás szempontjából biztonságosnak tekinthető. Az asztaxantin erős antioxidatív tulajdonságokkal rendelkezik, és olyan étrend-kiegészítőként forgalmazzák, amely megelőzheti a degeneratív betegségeket és az öregedést (Hussein és mtsai. 2006).