Basidiosporă

134.1 Xanthophyllomyces dendrorhous Golubev (1995)

Anamorf: Phaffia rhodozyma M.W. Miller, Yoneyama & Soneda (1976b)

Creștere pe agar morfologic pentru drojdii: După 1 lună la 18°C, cultura striată este portocalie până la roșu-somon, aproape netedă, lucioasă până la semiopacă, moale și cu marginea întreagă sau ondulată. Se pot forma clamidozpori sferici cu granule refractile.

Culturi de alunecare pe agar făină de porumb: După 10 zile la 18°C, pot apărea pseudohifae rudimentare. Nu se formează hife adevărate. Nu se observă balistoconidii.

CoQ: 10 (Sugiyama et al. 1985).

Mol% G+C: 48,3 (BD: Miller et al. 1976b).

Carbohidrați celulari: Mannoza, xiloza, glucoza, galactoza și ramnoza sunt prezente în hidrolizatele de celule întregi (Johnson et al. 1978).

Steaua tip: CBS 7918.

Origine a tulpinilor studiate: Datele furnizate în descrierea standard de mai sus au fost compilate din tulpina tip CBS 7918, care a fost izolată de Golubev (1995) din fluxul unui mesteacăn argintiu (Betula pendula) în regiunea Moscova din Rusia și de pe site-ul CBS pentru tulpinile CBS 5905, care este tulpina tip a Phaffia rhodozyma, izolată dintr-un fag japonez (Fagus crenata) în Japonia (Phaff et al. 1972); CBS 5908, de la un arin japonez (Alnus japonica) în Japonia (Phaff et al. 1972); CBS 6938, de la un butuc de Betula sp. din Finlanda, colectat de O. Turpeinen în Finlanda, în mai 1977 (Golubev 1998b); CBS 7919, de la un mesteacăn alb (Betula tauschii) în Japonia (Phaff et al. 1972) și CBS 9090, despre care se presupune că are aceeași sursă ca și CBS 5905 (Fell et al. 2007). Aceste tulpini, precum și izolate suplimentare, au fost examinate în urma analizelor filogenetice (Fell et al. 2007, a se vedea mai jos: „Systematics”).

Systematics: Xanthophyllomyces este un membru al Cystofilobasidiales. Xanthophyllomyces are un ciclu de reproducere sexuală distinctiv printre Cystofilobasidiales și printre drojdiile basidiomicete, în general. Ciclul este homocariotic, prin împerecherea celulei și a mugurelui. Se produce un holobasidium alungit, iar basidiosporii sunt produși la nivel terminal, pe niște cupe minuscule. Formarea terminală a bazidiosporilor pe holometabaside este prezentă la Cystofilobasidiales (a se vedea Cystofilobasidium capitatum). În schimb, ciclul sexual la C. capitatum, precum și la alți membri ai Cystofilobasidiales, include formarea de teliospori, o caracteristică care nu este prezentă la Xanthophyllomyces.

Ecologie: Xanthophyllomyces dendrorhous a fost izolat din seva copacilor din regiunile temperate din emisferele nordică și sudică. Habitatele includ arinul japonez (Alnus japonica) în Japonia (Phaff et al. 1972), un ciot în putrefacție al unui mesteacăn (Betula sp.) în Finlanda (Golubev 1998b), mesteacănul de hârtie (Betula papyrifera) în Alaska, mesteacănul alb (B. tauschii) în Japonia (Phaff et al. 1972), mesteacănul cenușiu (B. populifolia) în Wisconsin și Illinois, SUA (obținut de C.P. Kurtzman, după cum se menționează în Fell et al. 2007), mesteacănul argintiu (B. pendula) în Rusia (Golubev 1995) și butucii în putrefacție din Kaiserslautern, Germania (Weber et al. 2006), lemnul câinesc (Cornus brachypoda) în Japonia (Phaff et al. 1972), fagul japonez (Fagus crenata) în Japonia (Phaff et al. 1972) și fagul meridional (Nothofagus sp.) în Argentina (Libkind et al. 2007). Acest din urmă studiu a raportat prezența lui X. dendrorhous în asociere cu corpurile de fructificare ale ascomicetei Cyttaria hariotti, care este un parazit al fagului de sud. Recent, o tulpină de Xanthophyllomyces (MIC-CONC-2006-762) a fost izolată de Weber et al. (2008) dintr-o frunză a arborelui Tasmanian blue gum (Eucalyptus globules) în climatul mediteranean din Concepción, Chile. Autorii au raportat că tulpina nu s-a grupat cu complexul X. dendrorhous (inclusiv Phaffia rhodozyma) în analizele filogenetice ITS și LSU rRNA. De asemenea, tulpina se deosebea de alte tulpini de Xanthophyllomyces prin capacitatea de a crește la 28°C, spre deosebire de temperatura maximă tipică de creștere de 25°C. Guma albastră este originară din Tasmania și Australia și a fost exportată în întreaga lume, datorită valorii sale în producția de lemn. Un studiu al tulpinilor de Xanthophyllomyces asociate cu distribuția mondială a arborelui de gumă albastră ar putea furniza informații ecologice și filogenetice interesante.

Biotehnologie: Xanthophyllomyces dendrorhous are valoare în biotehnologie ca sursă de astaxantină, în primul rând pentru maricultură (Johnson și Schroeder 1995). Primele studii privind salmonidele și hrana animalelor, care au arătat eficacitatea ca sursă de pigmentare, au fost efectuate cu Phaffia rhodozyma (a se vedea capitolul 152). Ulterior, tulpini de X. dendrorhous, care produc niveluri ridicate de astaxantină, au fost dezvoltate pentru producția comercială. Majoritatea mutanților au fost izolați prin mutageneză aleatorie și screening, din cauza absenței cunoștințelor privind genetica speciei. Au fost dezvoltate metode pentru izolarea mutanților hiperproducători, cum ar fi selecția antimicină-agar, aplicarea citometriei în flux și sortarea celulelor (An et al. 1989, 1991) și condiții pentru creșterea sintezei de carotenoizi în timpul creșterii (Gu et al. 1997, Schroeder și Johnson 1995, Schroeder et al. 1996).

Din moment ce biosinteza carotenoidelor este una dintre caracteristicile remarcabile ale X. dendrorhous, aceasta a fost studiată în detaliu. Aproximativ 85% este reprezentat de astaxantină, cu cantități minore de β-caroten și alte carotenoide (Andrewes et al. 1976). Astaxantina din P. rhodozyma și, probabil, din X. dendrorhous, are configurația 3R, 3R’-, opusă celei a astaxantinei din alte surse cercetate până în prezent (Andrewes și Starr 1976). Conținutul și cantitatea de carotenoizi variază substanțial, ceea ce depinde de tulpină și de condițiile de cultură. Producția de carotenoide este stimulată în mod semnificativ de oxigen și de speciile reactive de oxigen derivate (An et al. 1989, Johnson și Lewis 1979, Schroeder et al. 1985). Au fost izolați mulți mutanți formatori de carotenoizi, care conferă diferite culori de creștere pe agar, inclusiv alb, galben și roșu-portocaliu intens (Johnson 2003). Formarea carotenoizilor și culoarea atractivă a drojdiei oferă un excelent instrument de predare în biologia drojdiei (Weber și Davoli 2003).

Biosinteza diferitelor carotenoide în X. dendrorhous și P. rhodozyma este slab înțeleasă. Au fost izolate și secvențiate genele care conduc la β-caroten (Visser et al. 2003). În 1989, s-a propus ca enzimele citocromului P-450 să fie responsabile pentru conversia β-carotenului în astaxantină (An et al. 1989) și abia în 2006 a fost izolată o genă care codifică un citocrom P-450 din subfamilia 3A umană cu funcția putativă de conversie a β-carotenului. Introducerea genei într-un mutant de β-caroten izolat de An et al. (1989) a restabilit biosinteza de astaxantină (Ojima et al. 2006). Cu toate acestea, dovada completă a faptului că acest produs genetic este singurul responsabil pentru conversia β-carotenului în astaxantină va necesita studii suplimentare, inclusiv purificarea și caracterizarea enzimei (enzimelor). Până în prezent, analiza enzimelor pentru biosinteza carotenoidelor nu a fost realizată, ceea ce se datorează în primul rând naturii lor lipofile și localizării membranare, lipsei de substraturi carotenoide disponibile în comerț în calea de biosinteză și probabilității unei activități catalitice lente.

În alte studii, s-a raportat că X. dendrorhous produce o trisacaridă, neokestoza, cu o potențială activitate probiotică (Kritzinger et al. 2003). Recent, o α-glucozidază cu activitate amilolitică a fost izolată din X. dendrorhous (Marín et al. 2006), susținând capacitatea drojdiei de a se dezvolta pe maltoză.

Habitatul primar al lui X. dendrorhous și P. rhodozyma a fost considerat a fi fluxurile de nămol ale arborilor de foioase la latitudini nordice și la altitudini mari. În acest habitat, funcția carotenoizilor din drojdie este, probabil, aceea de a oferi protecție împotriva substanțelor antifungice fotogenerate în fluxul de arbori, cum ar fi speciile reactive de oxigen, inclusiv oxigenul singlet, peroxidul de hidrogen și ozonul (Schroeder și Johnson 1995). Expunerea la lumină afectează, de asemenea, creșterea și formarea de carotenoizi la X. dendrorhous (An și Johnson 1990). Schroeder și Johnson (1993a,b, 1995) au demonstrat că o funcție fiziologică primară a carotenoizilor la X. dendrorhous este de a proteja împotriva uciderii de către speciile reactive de oxigen. X. dendrorhous este adesea izolat din fluxuri de nămol sau din arbori de foioase sau în asociere cu alte ciuperci, și s-ar putea anticipa că există interacțiuni între ciuperci. Echavarri-Erasun și Johnson (2004) au constatat că creșterea și formarea de astaxantină la X. dendrorhous au fost afectate de ascomicetele Epicoccum nigrum și de extractele fără celule ale ciupercii. Într-un astfel de exemplu de interacțiune fungică, s-a raportat că tulpinile de X. dendrorhous au degradat, în condiții de laborator, ochratoxina (Péteri et al. 2007), care este o toxină produsă de specii de Aspergillus și Penicillium. Studii suplimentare privind ecologia lui X. dendrorhous și interacțiunile în cadrul consorțiilor microbiene ar duce la o mai bună înțelegere a biologiei drojdiei.

Agricultura și alimentația: Astaxantina este produsă comercial ca supliment alimentar, în principal pentru acvacultura salmonidelor. În cele din urmă, pigmentul ar putea fi utilizat și pe alte piețe de furaje pentru carnea de pasăre, ouăle de găină, crustaceele și păsările exotice, cum ar fi flamingo. Astaxantina este o substanță chimică fină care, în mod tradițional, a fost produsă prin sinteză chimică totală, dar procesul necesită mai multe etape și are ca rezultat un amestec de patru izoforme chirale (Johnson și Schroeder 1995). Formele naturale de astaxantină constau într-o singură izoformă chirală, fie 3S, 3S’-, fie 3R, 3R’. Sursele naturale explorate pentru utilizări în hrana pentru animale și alimente includ drojdia X. dendrorhous, microalga Haematococcus pluvialis, thraustochytride și extracte de kril și creveți, dar extractele de kril și crustacee nu sunt fezabile din punct de vedere economic din cauza concentrațiilor scăzute de astaxantină.

În urma identificării astaxantinei în Phaffia rhodozyma de către Andrewes et al. (1976), anumite companii americane, daneze, olandeze, elvețiene și japoneze au început să dezvolte tulpini pentru uz industrial. În industrie au fost dezvoltate tulpini de X. dendrorhous care produc 5-15 mg/kg de masă uscată de drojdie. Haematococcus pluvialis este, de asemenea, o sursă naturală comercială de astaxantină, iar în condiții de cultură specializate, alga produce cantități mari de astaxantină (10-20 mg/g) în chisturi. Cultivarea algei necesită condiții de cultură specializate și îndelungate și eliberarea de astaxantină din chisturi. X. dendrorhous are avantajul unei creșteri rapide și al unor niveluri ridicate de biomasă în cultura de fermentare (100-150 g de drojdie pe litru). Cu toate acestea, drojdia trebuie cultivată la temperaturi scăzute (≤25°C) și, ca o problemă suplimentară pentru utilizarea ca ingredient furajer, peretele celular gros al drojdiei trebuie prelucrat prin fracturare mecanică, digestie enzimatică sau autoliză pentru a permite eliberarea carotenoidelor.

Importanță clinică: Drojdia nu se dezvoltă peste 25°C și este considerată sigură pentru consumul uman. Astaxantina are proprietăți antioxidante puternice și este comercializată ca un supliment alimentar care ar putea preveni bolile degenerative și îmbătrânirea (Hussein et al. 2006).

.